EP1379700A2 - Mikroarray-verfahren zur anreicherung von dna-fragmenten aus komplexen mischungen - Google Patents

Mikroarray-verfahren zur anreicherung von dna-fragmenten aus komplexen mischungen

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EP1379700A2
EP1379700A2 EP02737945A EP02737945A EP1379700A2 EP 1379700 A2 EP1379700 A2 EP 1379700A2 EP 02737945 A EP02737945 A EP 02737945A EP 02737945 A EP02737945 A EP 02737945A EP 1379700 A2 EP1379700 A2 EP 1379700A2
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EP
European Patent Office
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dna
pcr
malfunction
damage
oligonucleotides
Prior art date
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Withdrawn
Application number
EP02737945A
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English (en)
French (fr)
Inventor
Jürgen Distler
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Epigenomics AG
Original Assignee
Epigenomics AG
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Filing date
Publication date
Application filed by Epigenomics AG filed Critical Epigenomics AG
Publication of EP1379700A2 publication Critical patent/EP1379700A2/de
Withdrawn legal-status Critical Current

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    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12Q—MEASURING OR TESTING PROCESSES INVOLVING ENZYMES, NUCLEIC ACIDS OR MICROORGANISMS; COMPOSITIONS OR TEST PAPERS THEREFOR; PROCESSES OF PREPARING SUCH COMPOSITIONS; CONDITION-RESPONSIVE CONTROL IN MICROBIOLOGICAL OR ENZYMOLOGICAL PROCESSES
    • C12Q1/00—Measuring or testing processes involving enzymes, nucleic acids or microorganisms; Compositions therefor; Processes of preparing such compositions
    • C12Q1/68—Measuring or testing processes involving enzymes, nucleic acids or microorganisms; Compositions therefor; Processes of preparing such compositions involving nucleic acids
    • C12Q1/6811—Selection methods for production or design of target specific oligonucleotides or binding molecules
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
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    • C12Q1/68—Measuring or testing processes involving enzymes, nucleic acids or microorganisms; Compositions therefor; Processes of preparing such compositions involving nucleic acids
    • C12Q1/6813—Hybridisation assays
    • C12Q1/6834—Enzymatic or biochemical coupling of nucleic acids to a solid phase
    • C12Q1/6837—Enzymatic or biochemical coupling of nucleic acids to a solid phase using probe arrays or probe chips

Definitions

  • the present invention describes a method for the selective enrichment of DNA sections with desired sequence properties from complex DNA mixtures, which were produced by amplifications. These enriched DNA fragments obtained by the present invention can then be analyzed in more detail by standard methods.
  • PCR polymerase chain reaction
  • the oligonucleotides initiate DNA synthesis, which is catalyzed by a thermostable DNA polymerase. Typically, there is a melting and reannealing step in each round of synthesis. This allows a given DNA sequence to be amplified by several orders of magnitude in less than an hour.
  • PCR Due to the simplicity and reproducibility of these reactions, the PCR has achieved wide acceptance. For example, PCR is used to diagnose inherited malfunctions and suspected illnesses. PCR reactions using more than two different primers are also known. In most cases, they are used for the amplification of several fragments, likewise at least largely known in their base sequence, at the same time in one vessel. In this case too, the primers used specifically bind to certain sections of the template DNA. In such cases one speaks of “multiplex-PCR”, mostly it only has the aim of being able to amplify several specific fragments at the same time and thus to save material and experimental effort.
  • the sample to be examined is first amplified, either starting from genomic DNA or RNA. It is usually necessary to label at least one of the primers, e.g. B. with a fluorescent dye to identify the fragment in subsequent experiments.
  • This amplified DNA is used for the identification of mutations and polymorphisms.
  • an analytical method for this comes e.g. the primer extension reaction, sequencing according to Sanger or z.
  • PCR amplifications e.g. "Whole genome amplifications" (random PCR) are used for the simultaneous duplication of a large number of fragments from DNA samples.
  • the highly diverse fragments obtained can be used, among other things, for genotyping, mutation analysis and related subject areas.
  • oligomer array production can be found in a special edition of Nature Genetics published in January 1999 (Nature Genetics Supplement, Volume 21, January 1999), the literature cited therein and US Pat. No. 5,994,065 on methods for the production of solid supports for target molecules such as oligonucleotides.
  • DNA deoxyribonucleic acids
  • PNA peptide nucleic acids
  • LNA locked nucleic acids
  • PNA Peptide Nucleic Acids
  • LNA Locked Nucleic Acids
  • 5-Methylcytosine is the most common covalently modified base in the DNA of eukaryotic cells. For example, it plays a role in the regulation of transcription, in genetic imprinting and in tumorigenesis. The identification of 5-methylcytosine as a component of genetic information is therefore of considerable interest. However, 5-methylcytosine positions cannot be identified by sequencing because 5-methylcytosine has the same base pairing behavior as cytosine. In addition, in the case of PCR amplification, the epigenetic information which the 5-methylcytosines carry is completely lost.
  • the state of the art in terms of sensitivity is defined by a method which includes the DNA to be examined in an agarose matrix, thereby preventing the diffusion and renaturation of the DNA (bisulfite only reacts on single-stranded DNA) and all precipitation and purification steps replaced by rapid dialysis (Olek A, Oswald J, Walter J. A modified and i - proved method for bisulphite based cytosine methylation analysis. Nucleic Acids Res. 1996 Dec 15; 24 (24): 5064-6).
  • This method can be used to examine individual cells, which illustrates the potential of the method. However, only individual regions up to about 3000 base pairs in length have been examined so far. A global analysis of cells for thousands of possible methylation analyzes is not possible.
  • the bisulfite technique has so far been used with a few exceptions (e.g. Zeschnigk M, Lieh C, Buiting K, Doerfler W, Horsthemke B. A single-tube PCR test for the diagnosis of Angelman and Prader-Willi syndrome based on allelic methylation differences at the SNRPN locus. Eur J Hum Geet. 1997 Mar-Apr; 5 (2): 94-8) only used in research. However, short, specific pieces of a known gene are always amplified after bisulfite treatment and either completely sequenced (Olek A, Walter J. The pre-implantation ontogeny of the H19 methylation imprint. Nat Genet.
  • fluorescent label or radioactive label can be attached either to the primers or to the nucleotides.
  • the simple application of Cy3 and Cy5 dyes at the 5 'end of the respective primers is particularly suitable for fluorescent labels.
  • fluorescent dyes are 6-carboxyfluoresin (FAM), hexachloro-6-carboxyfluoresin (HEX), 6-carboxy-x-rhodamine (ROX) or tetrachloro-6-carboxyfluoresin (TET).
  • a method is to be provided which makes it possible to simultaneously efficiently enrich several DNA fragments which have been obtained from different tissues by PCR reactions and which have a desired sequence property.
  • the desired DNA fragments should be enriched by hybridization (preferably of complex DNA arrays), dehybridization (preferably of selected regions of the DNA arrays) and reamplification of the dehybridized DNA fragments, the desired DNA fragment being enriched by repeating the work steps several times (hybridization, dehybridization and reamplification).
  • the complexity of the DNA array is reduced in the enrichment process.
  • the advantage of the method is that unknown DNA fragments can be identified that were generated by complex amplifications (multiplex and random PCR), in which the primers used are known, but the DNA fragment mixture generated is unknown.
  • the desired properties of the DNA fragments sought, especially the presence of 5-methylcytosines, are said to be identifiable by hybridization, primarily on oligonucleotide microarrays.
  • a method for the selective enrichment of individual specific PCR fragments from complex fragment mixtures which were generated by complex PCR amplifications. The enrichment of the
  • Fragments are based on their individual hybridization properties, which are preferably analyzed with oligonucleotide arrays.
  • the process consists of the following steps:
  • the DNA sections are produced and simultaneously labeled by amplification processes which produce complex amplification mixtures, preferably in the presence of a thermostable DNA polymerase.
  • the fragments are preferably generated by multiplex PCR reactions or in random PCR reactions.
  • the amplification products for the following hybridization experiments can preferably be marked by the use of primer oligonucleotides in the PCR reaction, which are preferably carried out with fluorescent dyes with different emission spectrum (eg
  • the labeling of the primer oligonucleotides can preferably also be carried out with radionuclides or preferably with detachable mass markings which are detected in a mass spectrometer. Molecules which generate a signal only in a further chemical reaction can preferably also be used for marking.
  • the labeling of the PCR products can preferably also be done by fluorescence- or radionucleotide-labeled DNA nucleotide building blocks, which are used in the PCR reactions.
  • the required nucleic acids which serve as a template for the PCR reactions, are preferably obtained from a geno i- see DNA sample, with sources for DNA z.
  • These nucleic acids can preferably be treated chemically.
  • a reagent denaturing the DNA duplex and / or a radical scavenger can also preferably be used.
  • RNA preparations from different cells and tissues e.g. Cell lines, blood, sputum, stool, urine, brain spinal fluid, paraffin-embedded tissue, for example tissue from the eyes, intestine, kidney, brain, heart, prostate, lung, breast or liver, histological preparations and all combinations thereof are used, which are converted into DNA with reverse transcription.
  • cells and tissues e.g. Cell lines, blood, sputum, stool, urine, brain spinal fluid, paraffin-embedded tissue, for example tissue from the eyes, intestine, kidney, brain, heart, prostate, lung, breast or liver, histological preparations and all combinations thereof are used, which are converted into DNA with reverse transcription.
  • the fragments can preferably also be labeled after the PCR amplification by known molecular biological methods.
  • the complex mixture of labeled DNA fragments which was generated by a complex PCR amplification described under point 1, is preferably hybridized on oligomer arrays (screening arrays) which carry different oligonucleotides, PNA oligomers or LNA oligomers.
  • the oligonucleotides, PNA oligomers or LNA oligomers are preferably arranged on the solid phase in the form of a rectangular or hexagonal grid.
  • the labels attached to the amplificates can preferably be identified at any position of the solid phase at which an oligonucleotide sequence is located, provided that hybridization took place at this position.
  • the DNA fragments reversibly bound by a hybridization event with oligonucleotides on the oligomer array are first removed by a dehybridization step.
  • the dehybridization of the entire oligomer array is not carried out in one step, but selected subregions of the oligomer array are subjected to separate dehybridization steps.
  • the PCR fragments obtained in this way serve as a template for a second PCR reaction which is carried out under the reaction conditions of the first PCR reaction which produced the original complex mixture of DNA fragments.
  • the following further process steps are carried out for the enrichment of desired DNA fragments: 4.1
  • the amplificates of this second PCR reaction are hybridized to a new oligomer array (identification array).
  • This identification array carries oligonucleotides, PNA oligomers or LNA oligomers which hybridized in the desired manner with the original fragment mixture.
  • the number of oligonucleotides, PNA oligomers or LNA oligomers on the identification array is significantly lower compared to the screening array.
  • process steps 4.1 and 4.2 are repeated several times, preferably 2 to 5 times.
  • the amplicons of the last PCR can, with correspondingly low complexity of the different amplicates, now using known molecular biological methods (eg cloning and DNA sequencing) can be identified.
  • RNA target identification whenever these can be identified by hybridization. It is therefore preferably suitable for the enrichment of DNA fragments which show methylation differences at defined CpG positions. This method can also be used to enrich DNA fragments that have defined SNPs. If RNA is used as a template for the first PCR, e.g. DNA fragments from genes that are selectively transcribed in certain tissues are enriched. This method is particularly suitable in a highly parallel method for identifying various tissue and / or disease-specific MESTs (methylated sequence tags) or SNP (single nucleotide polymorphisms).
  • this method can be used to set up a screening assay that enables the identification of target locations for active pharmaceutical ingredients, e.g. intervene in DNA methylation or RNA transcription.
  • genes that are diagnostically relevant for the following diseases is crucial for the determination of targets for active pharmaceutical ingredients and the development of new drugs for cancer; CNS malfunction, damage or
  • Illness Symptoms of aggression or behavioral disorders; clinical, psychological and social consequences of Brain damage; psychotic disorders and personality disorders; Dementia and / or associated syndromes; cardiovascular disease, malfunction and damage; Malfunction, damage or disease of the gastrointestinal tract; Malfunction, damage or disease of the respiratory system; Injury, inflammation, infection, immunity and / or convalescence; Malfunction, damage or illness of the body as a deviation in the development process; Malfunction, damage or disease of the skin, muscles, connective tissue or
  • the method is preferably used to differentiate between cell types or tissues or to investigate cell differentiation.
  • Example 1 Preparation of a complex mixture of DNA fragments by PCR amplification for a DNA methylation analysis.
  • genomic DNA from healthy control tissue and a tumor sample is isolated with the DNA Extraction Kit (Stratagene, La Colla, USA) and treated using bisulfite (hydrogen sulfite, disulfite) in such a way that all are not at the 5-position of the base me - Thylated cytosines are changed so that a base that is different with regard to the base pairing behavior is formed, while the 5-position methylated cytosine remain unchanged.
  • bisulfite is used for the reaction, an addition takes place at the unmethylated cytosine bases.
  • a denaturing reagent or solvent and a radical scavenger must be present.
  • Subsequent alkaline hydrolysis then leads to the conversion of unethylated cytosine nucleobases into uracil. This converted DNA is used to detect methylated cytosines.
  • the treated DNA sample is diluted with water or an aqueous solution. Desulfonation of the DNA (10-30 min, 90-100 ° C.) is then preferably carried out at alkaline pH.
  • DNA fragments are amplified in a polymerase chain reaction with a heat-resistant DNA polymerase.
  • a complex mixture of labeled DNA fragments of the bisulfite-treated DNA preparations of the control tissue and the tumor sample is produced by PCR.
  • the two DNA preparations with 128 oligonucleotide primer pairs, half of which are labeled with the fluorescent dye Cy5 are used in a PCR reaction.
  • a mixture of at least 64 DNA fragments with a length of approx. 200-950 base pairs is produced.
  • oligonucleotides oligonucleotide array
  • detection of the hybridization product is based on Cy5 fluorescent-labeled primer oligonucleotides that were used for the amplification. Only if the DNA treated in the bisulfite, eg in the context of the sequence GGATTTAGCGGTAAGTAT, a methylated cytosine was present, there is a hybridization reaction of the amplified DNA with this oligonucleotide. The methylation status of the respective cytosine to be examined thus decides on the hybridization product.
  • the DNA fragments amplified from the two DNA preparations are each hybridized with an oligonucleotide array to which 500-2048 0-ligonucleotides are bound, and the fluorescence signals are hybridized with a commercially available chip scanner (Genepix 4000 , Axon Instruments) analyzed quantitatively.
  • Oligonucleotides which, after hybridization (see Example 1) with DNA fragments amplified from the control tissue, in contrast to amplicons from the tumor tissue, showed hybridization signals, were used for the production of a new oligonucleotide array (identification array).
  • Steps 3-6 were repeated until only individual DNA fragments could be identified in the agarose gel analysis. These fragments could then be analyzed using known methods (e.g. cloning and sequencing).
  • Example 3 Enrichment of a DNA fragment with different methylation status in two tissues.
  • Different DNA fragments (up to 1000) were prepared from bisulfite-treated DNA from control tissue and tumor tissue by PCR with degenerate, Cy5-labeled primers. These PCR products from the control tissue and from the tumor tissue were, separated by tissue type, hybridized with one DNA array each. 2000 pairs of oligonucleotides (with the general sequences NNNNNNCGNNNNNNNN and NNNNNNNNTGNNNNNNNNN) were immobilized on the DNA array , if there was no methylated cytosine in the corresponding bisulfite-treated DNA, for example in the sequence context GGATTTAGTGGTAAGTAT.
  • the DNA array was divided into 32 fields using a shadow mask, as a result of which 32 individual dehybridizations (see Example 2) could be carried out on 120 oligonucleotides.
  • 32 DNA fragment pools were produced. Since the position of the oligonucleotides, which detected a methylation difference between the samples, was known, one of the 32 DNA fragment pools served as a template for the second PCR. This PCR was carried out with the same primer as the first PCR. The PCR fragments from the second PCR were now hybridized with a DNA array (identification array) which only carried the 120 oligonucleotides of the corresponding de-hybridization pool.
  • the dehybridized fragments served as templates for the third PCR.
  • PCR, hybridization and dehybridization were repeated until individual DNA fragments could be identified in the agarose gel analysis. These fragments could then be analyzed using known methods (eg cloning and sequencing).

Abstract

Beschrieben wird ein Verfahren zur gleichzeitigen, parallelen, selektiven Anreicherung von verschiedenen DNA-Abschnitten, die aus verschiedenen Geweben durch komplexe Amplifikationen erhalten werden und gewünschte individuelle Sequenzeigenschaften haben. Diese Eigenschaften der DNA-Fragmente, vor allem das Vorhandensein von 5-Methylcytosinen, sind durch Hybridisierung auf DNA Microarrays identifizierbar. Die Anreicherung der gewünschten DNA-Fragmente erfolgt durch mehrmalige Wiederholung der Arbeitsschritte (Hybridisierung, Dehybridisierung und Reamplifikation). Das Verfahren kombiniert das SELEX-Verfahren mit komplexen DNA-Arrays, die für die Anreicherung der DNA-Fragmente ververwendet werden. Die Amplifikate werden abschließend hinsichtlich ihrer Sequenz analysiert.

Description

Mikroarray-Verfahren zur Anreicherung von DNA-Fragmenten aus komplexen Mischungen
Die vorliegende Erfindung beschreibt ein Verfahren zur selektiven Anreicherung von DNA-Abschnitten mit gewünschten Sequenzeigenschaften aus komplexen DNA-Mischungen, die durch Amplifikationen hergestellt wurden. Diese durch die vorliegende Erfindung erhaltenen angereicherten DNA- Fragmente können dann durch Standardverfahren eingehender analysiert werden.
Die Polymerasekettenreaktion (PCR) ist eine Methode, mit der im Prinzip jede DNA selektiv amplifiziert werden kann. Diese Methode beinhaltet den Gebrauch eines Satzes von meist zwei Oligonukleotiden mit vorbestimmter Sequenz, den sogenannten Primern, die an zu ihnen komplementäre DNA Stränge hybridisieren und die Grenzen für die zu amplifizierende Sequenz definieren.
Die Oligonukleotide initiieren die DNA Synthese, die durch eine thermostabile DNA Polymerase katalysiert wird. In jeder Runde der Synthese erfolgt typischerweise ein Schmelz- und ein Reannelierungsschritt . Dies erlaubt es, eine gegebene DNA Sequenz um mehrere Größenordnungen in weniger als einer Stunde zu amplifizieren.
Durch die Einfachheit und Reproduzierbarkeit dieser Reaktionen hat die PCR eine weite Akzeptanz erreicht. Zum Beispiel wird die PCR für die Diagnose ererbter Fehlfunktionen und bei Verdacht auf Erkrankungen verwendet. Es sind auch PCR Reaktionen bekannt, die mehr als zwei verschiedene Primer einsetzen. Meist dienen sie zur Amplifikation mehrerer, ebenfalls wenigstens zum großen Teil in ihrer Basensequenz bekannter Fragmente gleichzei- tig in einem Gefäß. Auch in diesem Fall binden die eingesetzten Primer spezifisch an bestimmte Abschnitte der Templat DNA. Man spricht in solchen Fällen von „Multip- lex-PCR", meist hat sie nur zum Ziel, mehrere spezifische Fragmente gleichzeitig amplifizieren zu können und so Ma- terial und experimentellen Aufwand einzusparen.
Oft wird jedoch auch eine Amplifikation einer gegebenen Probe durchgeführt, einfach um das Material für eine nachfolgende Untersuchung zu vermehren. Die zu untersu- chende Probe wird in diesem Fall zunächst amplifiziert, entweder ausgehend von genomischer DNA oder RNA. Meist ist es erforderlich, mindestens einen der Primer zu markieren, z. B. mit einem Fluorenzenzfarbstoff, um das Fragment in nachfolgenden Experimenten identifizieren zu können.
Diese amplifizierte DNA wird für die Identifikation von Mutationen und Polymorphismen benutzt. Als analytische Methode dafür kommt z.B. die Primer Extension Reaktion, Sequenzierung nach Sanger oder z. B. Restriktionsverdaus und nachfolgende Untersuchung auf z. B. Agarosegelen in Frage und Hybridisierung auf DNA Microarrays.
Während die Untersuchung von Proben-DNA mit Primeroligo- nukleotiden vorbestimmter Sequenz Stand der Technik ist, fehlt ein Verfahren, das die Reinigung und Identifikation von DNA-Fragmenten mit gewünschten Sequenzeigenschaften aus komplexen Mischungen von DNA-Molekülen ermöglicht, wie sie durch Multiplex PCR oder Random PCR Reaktionen erhalten werden.
Komplexe PCR-Amplifikationen, z. B. „whole genome ampli- fications" (Random PCR) , werden zur simultanen Vervielfältigung einer Vielzahl von Fragmenten aus DNA-Proben genutzt. Die erhaltenen, hochdiversen Fragmente können unter anderem für Genotypisierungen, Mutationsanalyse und verwandte Themenbereiche genutzt werden.
Eine Übersicht über den Stand der Technik in der Oligomer Array Herstellung läßt sich aus einer im Januar 1999 erschienenen Sonderausgabe von Nature Genetics (Nature Ge- netics Supplement, Volume 21, January 1999) , der dort zitierten Literatur und dem US-Patent 5994065 über Methoden zur Herstellung von festen Trägern für Zielmoleküle wie Oligonukleotide entnehmen. Neben Desoxyribonucleic Acids (DNA) können auch Peptide Nucleic Acids (PNA) oder Locked Nucleic Acids (LNA) auf der Oberfläche von Oligomer- Arrays fixiert werden.
Peptide Nucleic Acids (PNA) (Nielsen, P.E., Buchardt, 0., Egholm, M. and Berg, R.H. 1993. Peptide nucleic acids. US Patent. 5,539,082; Buchardt, 0., Egholm, M., Berg, R.H. and Nielsen, P.E. 1993. Peptide nucleic acids and their potential applications in biotechnology. Trends in Bio- technology, 11: 384-386) haben ein ungeladenes Rückgrat, welches gleichzeitig chemisch sehr stark von der gängigen Zucker-Phosphat Struktur des Rückgrats in Nukleinsäuren abweicht. Das Rückgrat einer PNA hat eine Amidsequenz anstelle des Zucker-Phosphat Rückgrats gewöhnlicher DNA. PNA hybridisiert sehr gut mit DNA komplementärer Sequenz. Die Schmelztemperatur eines PNA/DNA-Hybrids ist höher als die des entsprechenden DNA/DNA-Hybrids und die Abhängigkeit der Hybridisierung von Puffersalzen ist relativ ge- ring.
Locked Nucleic Acids (LNA) (Nielson et al, (1997 J.Chem.Soc.Perkin Trans. 1, 3423); Koshkin et al, (1998 Tetrahedron Letters 39, 4381); Singh & Wengel (1998 Chem. Commun. 1247); Singh et al, (1998 Chem. Co mun. 455) haben eingebaute „interne Brücken". Die Synthese von LNA und ihre Eigenschaften wurden von zahlreichen Autoren beschrieben. So wie PNA weist LNA eine größere thermische Stabilität bei der Paarung mit DNA auf, als herkömmliche DNA/DNA Hybride.
5-Methylcytosin ist die häufigste kovalent modifizierte Base in der DNA eukaryotischer Zellen. Sie spielt beispielsweise eine Rolle in der Regulation der Transkripti- on, beim genetischen Imprinting und in der Tumorgenese. Die Identifizierung von 5-Methylcytosin als Bestandteil genetischer Information ist daher von erheblichem Interesse. 5-Methylcytosin-Positionen können jedoch nicht durch Sequenzierung identifiziert werden, da 5- Methylcytosin das gleiche Basenpaarungsverhalten aufweist wie Cytosin. Darüber hinaus geht bei einer PCR- Amplifikation die epigenetische Information, welche die 5-Methylcytosine tragen, vollständig verloren.
Eine relativ neue und die mittlerweile am häufigsten angewandte Methode zur Untersuchung von DNA auf 5- Methylcytosin beruht auf der spezifischen Reaktion von Bisulfit mit Cytosin, das nach anschließender alkalischer Hydrolyse in Uracil umgewandelt wird, welches in seinem Basenpaarungsverhalten dem Thymidin entspricht. 5- Methylcytosin wird dagegen unter diesen Bedingungen nicht modifiziert. Damit wird die ursprüngliche DNA so umgewandelt, dass Methylcytosin, welches ursprünglich durch sein Hybridisierungsverhalten vom Cytosin nicht unterschieden werden kann, jetzt durch „normale" molekularbiologische Techniken als einzig verbliebenes Cytosin bei- spielsweise durch Amplifikation und Hybridisierung oder Sequenzierung nachgewiesen werden kann. Alle diese Techniken beruhen auf Basenpaarung, welche jetzt voll ausgenutzt wird.
Der Stand der Technik, was die Empfindlichkeit betrifft, wird durch ein Verfahren definiert, welches die zu untersuchende DNA in einer Agarose-Matrix einschließt, dadurch die Diffusion und Renaturierung der DNA (Bisulfit reagiert nur an einzelsträngiger DNA) verhindert und alle Fällungs- und Reinigungsschritte durch schnelle Dialyse ersetzt (Olek A, Oswald J, Walter J. A modified and i - proved method for bisulphite based cytosine methylation analysis. Nucleic Acids Res. 1996 Dec 15; 24 (24 ): 5064-6) . Mit dieser Methode können einzelne Zellen untersucht wer- den, was das Potential der Methode veranschaulicht. Allerdings werden bisher nur einzelne Regionen bis etwa 3000 Basenpaare Länge untersucht, eine globale Untersuchung von Zellen auf Tausenden von möglichen Methylie- rungsanalysen ist nicht möglich. Allerdings kann auch dieses Verfahren keine sehr kleinen Fragmente aus geringen Probenmengen zuverlässig analysieren. Diese gehen trotz Diffusionsschutz durch die Matrix verloren. Eine Übersicht über die weiteren bekannten Möglichkeiten, 5-Methylcytosine nachzuweisen, kann aus dem folgenden Ü- bersichtsartikel entnommen werden: Rein T, DePamphilis ML, Zorbas H. Identifying 5-methylcytosine and related modifications in DNA genomes. Nucleic Acids Res. 1998 May 15;26(10) :2255-64.
Die Bisulfit-Technik wird bisher bis auf wenige Ausnahmen (z. B. Zeschnigk M, Lieh C, Buiting K, Doerfler W, Hor- sthemke B. A single-tube PCR test for the diagnosis of Angelman and Prader-Willi syndrome based on allelic me- thylation differences at the SNRPN locus. Eur J Hum Ge- net. 1997 Mar-Apr; 5 (2) : 94-8) nur in der Forschung ange- wendet. Immer aber werden kurze, spezifische Stücke eines bekannten Gens nach einer Bisulfit-Behandlung amplifziert und entweder komplett sequenziert (Olek A, Walter J. The pre-implantation ontogeny of the H19 methylation imprint. Nat Genet. 1997 Nov; 17 (3) : 275-6) oder einzelne Cytosin- Positionen durch eine „Primer-Extension-Reaktion" (Gon- zalgo ML, Jones PA. Rapid quantitation of methylation differences at speeifie sites using methylation-sensitive single nucleotide primer extension (Ms-SNuPE) . Nucleic Acids Res. 1997 Jun 15; 25 (12) : 2529-31, WO-Patent 9500669) oder einen Enzymschnitt (Xiong Z, Laird PW. COBRA: a sensitive and quantitative DNA methylation assay. Nucleic Acids Res. 1997 Jun 15; 25 (12 ): 2532-4) nachgewiesen. Zudem ist auch der Nachweis durch Hybridisierung auf DNA- Microarrays beschrieben worden (Olek et al., WO 99 28498) . Zur Analyse der PCR-Produkte können diese z.B. mit einer Fluoreszenz-Markierung oder radioaktiven Markierung versehen werden. Diese Markierungen können entweder an den Primern oder an den Nukleotiden angebracht werden. Beson- ders geeignet für Fluoreszenzmarkierungen ist das einfache Anbringen von Cy3 und Cy5 Farbstoffen am 5 ' -Ende der jeweiligen Primer. Ferner kommen als Fluoreszenzfarbstoffe 6-Carboxyfluoreszin (FAM) , Hexachlor-6- carboxyfluoreszin (HEX) , 6-Carboxy-x-rhodamin (ROX) oder Tetrachlor-6-carboxyfluoreszin (TET) in Frage.
Wie gezeigt, ist es gegenwärtig üblich, zur Identifizierung von Cytosin-Methylierungen die Proben-DNA mit Bisulfit zu behandeln und nachfolgend zur Identifikation Pri- meroligonukleotide bekannter Sequenz einzusetzen. Für die Anreicherung spezifischer DNA-Fragmente sind eine Vielzahl von SELEX-Verfahren beschrieben' ( z.B. US Patent 5270163, US Patent 6238927, US Patent 5288609) . Es fehlt jedoch ein Verfahren, zur selektiven Anreicherung von DNA-Abschnitten aus komplexen DNA-Molekül-Mischungen, die hierfür die Vorteile der hochparallelen Analysemöglichkeiten von DNA-Arrays mit einem SELEX-Verfahren verbindet.
Es soll ein Verfahren bereitgestellt werden, dass es ermöglicht, gleichzeitig mehrere DNA-Fragmente, die aus verschiedenen Geweben durch PCR-Reaktionen erhalten wurden und eine gewünschte Sequenzeigenschaft haben, effizient anzureichern. Die Anreicherung der gewünschten DNA- Fragmente soll durch Hybridisierung (bevorzugt von komplexen DNA-Arrays), Dehybridisierung (bevorzugt von selektierten Bereichen der DNA-Arrays) und Reamplifikation der dehybridisierten DNA-Fragmente erfolgen, wobei die Anreicherung des gewünschten DNA-Fragments durch mehrmalige Wiederholung der Arbeitsschritte (Hybridisierung, Dehybridisierung und Reamplifikation) erfolgen soll. In einem bevorzugten Verfahren wird im Anreicherungsprozess die Komplexität des DNA-Arrays reduziert. Der Vorteil des Verfahrens soll darin liegen, dass unbekannte DNA- Fragmente identifiziert werden können, die durch komplexe Amplifikationen (Multiplex und Random PCR) erzeugt wur- den, bei denen die verwendeten Primer bekannt, jedoch die erzeugte DNA-Fragment-Mischung unbekannt ist. Die gewünschten Eigenschaften der gesuchten DNA-Fragmente, vor allem das Vorhandensein von 5-Methylcytosinen, sollen durch Hybridisierung, in erster Linie auf Oligonukleotid- Microarrays, identifizierbar sein.
Beschrieben wird ein Verfahren zur selektiven Anreicherung einzelner spezifischer PCR-Fragmente aus komplexen Fragmentmischungen, die durch komplexe PCR- Amplifikationen erzeugt wurden. Die Anreicherung der
Fragmente basiert auf deren individuellen Hybridisierung- seigenschaften, die bevorzugt mit Oligonukleotid-Arrays analysiert werden. Im Einzelnen besteht das Verfahren aus folgenden Schritten:
1. Die DNA Abschnitte werden durch Amplifikationsverfahren, die komplexe Amplifikatmischungen erzeugen, vorzugsweise in Gegenwart einer thermostabilen DNA-Polymerase, hergestellt und gleichzeitig markiert. Bevorzugt werden die Fragmente hierbei durch Multiplex-PCR-Reaktionen oder in Random-PCR-Reaktionen erzeugt. Die Markierungen der Amplifikationsprodukte für die folgenden Hybridisierungsexperimente können bevorzugt durch die Verwendung von Primer-Oligonukleotiden in der PCR- Reaktion erfolgen, die vorzugsweise mit Fluoreszenzfarb- stoffen mit unterschiedlichem Emissionsspektrum (z.B.
Cy3, Cy5, FAM, HEX, TET oder ROX) oder mit Fluoreszenzfarbstoff-Kombinationen im Falle von Energietransfer- Fluoreszenzfarbstoff markiert sind.
Die Markierungen der Primer-Oligonukleotide können bevorzugt auch mit Radionukliden oder vorzugsweise mit ablösbaren Massenmarkierungen durchgeführt werden, die in einem Massenspektrometer nachgewiesen werden. Bevorzugt können auch zur Markierung Moleküle verwendet werden, die erst in einer weiteren chemischen Reaktion ein Signal erzeugen.
Die Markierungen der PCR-Produkte können vorzugsweise auch durch fluoreszenz- oder radionukleotid-markierte DNA-Nukleotidbausteine erfolgen, die in den PCR- Reaktionen eingesetzt werden.
Die benötigten Nukleinsäuren, die als Templat für die PCR-Reaktionen dienen, werden bevorzugt aus einer geno i- sehen DNA-Probe erhalten, wobei Quellen für DNA z. B. Zelllinien, Blut, Sputum, Stuhl, Urin, Gehirn- Rückenmarks-Flüssigkeit, in Paraffin einbettetes Gewebe, beispielsweise Gewebe von Augen, Darm, Niere, Hirn, Herz, Prostata, Lunge, Brust oder Leber, histologische Präpara- te und alle möglichen Kombinationen hiervon umfassen. Diese Nukleinsäuren können bevorzugt chemisch behandelt werden.
Die chemische Behandlung umfasst vorzugsweise das Einbet- ten der DNA in Agarose und nachfolgend bevorzugt die Umsetzung der Nukleinsäureprobe mit einer Bisufitlösung (= Disulfit, Hydrogensulfit) , wobei 5-Methylcytosin unverändert bleibt und Cytosin in Uracil oder eine andere im Basenpaarungsverhalten dem Uracil ähnliche Base umgewandelt wird. Bei der chemischen Behandlung kann auch bevorzugt ein die DNA-Duplex denaturierendes Reagenz und/oder ein Radikalfänger eingesetzt werden.
Als Templat für eine RT-PCR können auch RNA-Präparationen unterschiedlicher Zellen und Gewebe z.B. Zelllinien, Blut, Sputum, Stuhl, Urin, Gehirn-Rückenmarks- Flüssigkeit, in Paraffin einbettetes Gewebe, beispielsweise Gewebe von Augen, Darm, Niere, Hirn, Herz, Prostata, Lunge, Brust oder Leber, histologische Präparate und alle Kombinationen hiervon dienen, die mit reverser Transkription in DNA umgewandelt werden.
Die Fragmente können alternativ zu der schon beschriebenen Vorgehensweise bevorzugt auch nach der PCR- Amplifikation, durch bekannte molekularbiologische Verfahren markiert werden.
2. Die komplexe Mischung markierter DNA-Fragmenten, die durch eine, unter Punkt 1 beschriebene, komplexe PCR- Amplifikation erzeugt wurden, wird bevorzugt auf Oligo- mer-Arrays (Screening-Arrays) hybridisiert, die unter- schiedliche Oligonukleotide, PNA-Oligomere oder LNA- Oligomere tragen.
Die Oligonukleotide, PNA-Oligomere oder LNA-Oligomere sind vorzugsweise auf der Festphase in Form eines rechtwinkligen oder hexagonalen Gitters angeordnet.
Die an den Amplifikaten angebrachten Markierungen sind vorzugsweise an jeder Position der Festphase identifi- zierbar, an der sich eine Oligonukleotidsequenz befindet, sofern an dieser Position eine Hybridisierung stattfand.
3. Für die Anreicherung gewünschter DNA-Fragmente werden zunächst, die durch ein Hybridisierungsereignis mit Oli- gonukleotiden auf dem Oligomer-Array reversibel gebundenen DNA-Fragmente, durch einen Dehybridisierungsschritt abgelöst .
In einem bevorzugten Verfahren wird die Dehybridisierung des gesamten Oligomer-Arrays nicht in einem Schritt durchgeführt, sondern es werden ausgewählte Teilbereiche des Oligomer-Arrays getrennten Dehybridisierungsschritten unterzogen.
Die so gewonnenen PCR-Fragmente dienen als Templat für eine zweite PCR-Reaktion, die mit den Reaktionsbedingungen der ersten PCR-Reaktion durchgeführt wird, die die ursprüngliche komplexe Mischung von DNA-Fragmenten erzeugte .
4. Für die Anreicherung gewünschter DNA-Fragmente werden folgende weiteren Verfahrensschritte durchgeführt: 4.1 Die Amplifikate dieser zweiten PCR-Reaktion werden auf einen neuen Oligomer-Array (Identifikationsarray) hybridisiert. Dieser Identifikationsarray trägt Oligo- nukleotide, PNA-Oligomere oder LNA-Oligomere die mit der ursprünglichen Fragmentmischung in gewünschter Weise hybridisierten. Die Anzahl der Oligonukleotide, PNA- Oligomere oder LNA-Oligomere auf dem Identifikationsarray ist im Vergleich zum Screening-Array signifikant gerin- ger.
4.2 Die durch ein Hybridisierungsereignis mit Oligonukle- otiden auf dem Identifikation-Array reversibel gebundenen DNA-Fragmente, werden durch einen Dehybridisie- rungsschritt abgelöst.
4.3 Wurden in der zweiten PCR-Amplifikation noch zu viele DNA-Fragmente erzeugt, so werden die Verfahrensschritte 4.1 und 4.2 mehrmals, bevorzugt 2 bis 5 Male wiederholt. Beispielsweise sind die dehybridisierten Fragmente
Templat einer dritten PCR-Reaktion. Die Reaktionsbedingungen auch dieser PCR sind identisch mit den Bedingungen der ersten PCR-Amplifikation. In diesen Wiederholungsschritten, können a) identische Identifikations-Arrays verwendet werden, b) Identifikations-Arrays mit einer reduzierten Anzahl gebundener Oligonukleotide verwendet werden oder c) schrittweise selektivere Bedingungen für die Dehybridisierung (siehe 4.2) gewählt werden.
5. Die Amplifikate der letzten PCR können, bei entsprechend geringer Komplexität der unterschiedlichen Amplifi- kate, nun mit bekannten molekularbiologischen Verfahren (z.B. Klonierung und DNA-Sequenzierung) identifiziert werden.
Mit diesem Verfahren ist es möglich, DNA-Fragmente mit gewünschten Sequenzeigenschaften anzureichern (DNA- und
RNA-Targetidentifizierung) , wenn immer diese durch Hybridisierung identifizierbar sind. Es eignet sich daher bevorzugt zur Anreicherung von DNA-Fragmenten, die an definierten CpG-Positionen Methylierungsunterschiede zeigen. Mit diesem Verfahren können auch DNA-Fragmente angereichert werden, die definierte SNPs tragen. Wird RNA als Templat für die erste PCR verwendet, können z.B. DNA- Fragmente aus Genen, die selektiv in bestimmten Geweben transkribiert werden, angereichert werden. Dieses Verfah- ren eignet sich besonders in einem hochparallelen Verfahren verschiedene Gewebs- und /oder Krankheits spezifische MESTs (methylated sequence tags) oder SNP ( Single nucleo- tide polymorphisms) zu identifizieren.
Gleichzeitig kann dieses Verfahren für den Aufbau eines Screening-Assays angewandt werden, der es ermöglicht Zielorte für pharmazeutische Wirkstoffe zu identifizieren, die z.B. in die DNA-Methylierung oder die RNA- Transkription eingreifen.
Die Identifizierung von Genen, die diagnostisch relevant sind für die nachfolgenden Erkrankungen ist entscheidend für die Bestimmung von Zielorten für pharmazeutische Wirkstoffe und die Entwicklung neuer Medikamente gegen Krebserkrankungen; CNS-Fehlfunktionen, Schäden oder
Krankheit; Aggressionssymptome oder Verhaltensstörungen; klinische, psychologische und soziale Konsequenzen von Gehirnschädigungen; psychotische Störungen und Persönlichkeitsstörungen; Demenz und/oder assoziierte Syndrome; kardiovaskuläre Krankheit, Fehlfunktion und Schädigung; Fehlfunktion, Schädigung oder Krankheit des gastroin- testinalen Traktes; Fehlfunktion, Schädigung oder Krankheit des At ungsSystems; Verletzung, Entzündung, Infektion, Immunität und/oder Rekonvaleszenz; Fehlfunktion, Schädigung oder Krankheit des Körpers als Abweichung im Entwicklungsprozess; Fehlfunktion, Schädigung oder Krank- heit der Haut, der Muskeln, des Bindegewebes oder der
Knochen; endokrine und metabolische Fehlfunktion, Schädigung oder Krankheit; Kopfschmerzen oder sexuelle Fehlfunktion.
Das Verfahren wird bevorzugt verwendet zur Unterscheidung von Zelltypen oder Geweben oder zur Untersuchung der Zelldifferenzierung.
Die nachfolgenden Beispiele erläutern die Erfindung:
Beispiel 1: Herstellung einer komplexen Mischung von DNA- Fragmenten durch PCR-Amplifikation für eine DNA- Methylierungsanalyse .
Im ersten Schritt wird genomische DNA aus gesundem Kontrollgewebe und einer Tumorprobe mit dem DNA Extraction Kit (Stratagene, La Colla, USA) isoliert und unter Verwendung von Bisulfit (Hydrogensulfit, Disulfit) derart behandelt, dass alle nicht an der 5-Position der Base me- thylierten Cytosine so verändert werden, dass eine hinsichtlich dem Basenpaarungsverhalten unterschiedliche Base entsteht, während die in 5-Position methylierten Cyto- sine unverändert bleiben. Wird für die Reaktion Bisulfit verwendet, so findet an den nicht methylierten Cytosinba- sen eine Addition statt. Zudem müssen ein denaturierendes Reagenz oder Lösungsmittel sowie ein Radikalfänger zuge- gen sein. Eine anschließende alkalische Hydrolyse führt dann zur Umwandlung von nicht ethylierten Cytosin- Nukleobasen in Uracil. Diese umgewandelte DNA dient dazu, methylierte Cytosine nachzuweisen.
Im zweiten Verfahrensschritt verdünnt man die behandelte DNA-Probe mit Wasser oder einer wässrigen Lösung. Bevorzugt wird anschliessend eine Desulfonierung der DNA (10- 30 min, 90-100 °C) bei alkalischem pH-Wert durchgeführt.
Im dritten Schritt des Verfahrens werden DNA-Fragmente in einer Polymerasekettenreaktion mit einer hitzebeständigen DNA-Polymerase amplifiziert . Im vorliegenden Fall wird eine komplexe Mischung von markierten DNA-Fragmenten der Bisulfit-behandelten DNA-Präparationen des Kontrollgewe- bes und der Tumorprobe durch PCR hergestellt. Hierfür werden die beiden DNA-Präparationen mit 128 Oligonukleo- tid-Primerpaaren, die zur Hälfte mit dem Fluoreszens- farbstoff Cy5 markiert sind, in eine PCR-Reaktion eingesetzt. In dieser PCR wird eine Mischung von mindestens 64 DNA-Fragmenten mit einer Länge von ca. 200-950 Basenpaare hergestellt. Diese Amplifikate dienen als Probe, die an vorher an eine Festphase gebundene Oligonukleotide (Oli- gonukleotid-Array) unter Ausbildung einer Duplexstruktur hybridisieren. Der Nachweis des Hybridisierungsprodukts beruht auf Cy5 fluoreszensmarkierten Primeroligonukleoti- den, die für die Amplifikation verwendet wurden. Nur wenn in der Bisulfit behandelten DNA, z.B. im Sequenzkontext GGATTTAGCGGTAAGTAT, ein methyliertes Cytosin vorgelegen hat, kommt es zu einer Hybridisierungsreaktion der ampli- fizierten DNA mit diesem Oligonukleotid. Somit entscheidet der Methylierungsstatus des jeweiligen zu untersu- chenden Cytosins über das Hybridisierungsprodukt .
Im vierten Schritt des Verfahrens werden die aus den beiden DNA-Präparationen amplifizierten DNA-Fragmente jeweils mit einem Oligonukleotid-Array, an den 500-2048 0- ligonukleotide gebunden sind, hybridisiert und die Fluo- reszenssignale mit einem handelsüblichen Chipscanner (Ge- nepix 4000, Axon Instruments) quantitativ analysiert.
Beispiel 2: Identifikation von DNA-Fragmenten mit unterschiedlichem Methylierungsstatus
Oligonukleotide, die nach der Hybridisierung (siehe Beispiel 1) mit DNA-Fragmenten, amplifiziert aus dem Kon- trollgewebe, im Gegensatz zu Amplifikaten aus dem Tumorgewebe, Hybridisierungssignale zeigten, wurden für die Herstellung eines neuen Oligonukleotid-Arrays (Identifikationsarray) verwendet.
Im Verfahren wurden dann folgende Schritte durchgeführt:
1) Bisulfit behandelte DNA aus dem Kontrollgewebe wird als Templat für eine PCR-Amplifikation verwendet (siehe Beispiel 1, Punkt 3) 2) Der Identifikationsarray wurde mit den Amplifikaten aus dem Kontrollgewebe hybridisiert und 3) anschließend wurden die durch Hybridisierung am Array gebundenen DNA-Fragmente, durch eine Dehybridisierung des Identifikationsarrays, vorzugsweise durch eine Inkubation mit Wasser bei 75 °C, isoliert. 4) Diese DNA-Fragmente wurden in einer PCR-Reaktion mit den gleichen 128 Oligonukleotid-Primerpaaren (siehe Beispiel 1 Punkt 3) eingesetzt. Die Agarosegelanalyse dieser PCR-Reaktion zeigte eine DNA-Fragmentmischung, die im Vergleich zum Beispiel 1 eine verringerte Komplexität aufwies.
5) Die durch die Dehybridisierung des Identifikationsarrays gewonnen Fragmente dienen als Templat für eine PCR- Reaktion mit den 128 Oligonukleotid-Primerpaaren (siehe Beispiel 1 Punkt 3) . 6) Die PCR-Amplifikate aus Punkt 5) werden erneut mit dem Identifikationsarray hybridisiert .
Die Schritte 3-6 wurden so lange wiederholt bis nur noch einzelne DNA-Fragmente bei der Agarosegelanalyse identi- fiziert werden konnten. Diese Fragmente konnten dann mit bekannten Verfahren (z.B. Klonierung und Sequenzierung) analysiert werden.
Beispiel 3: Anreicherung eines DNA-Fragmenten mit unterschiedlichem Methylierungsstatus in zwei Geweben.
Unterschiedliche DNA-Fragmente (bis zu 1000) wurden aus Bisulfit-behandelter DNA von Kontrollgewebe und Tumorgewebe durch PCR mit degenerierten, Cy5-markierten Primer hergestellt. Diese PCR-Produkte aus dem Kontrollgewebe und aus dem Tumorgewebe wurden, getrennt nach Gewebeart, mit je einem DNA-Array hybridisiert. Auf dem DNA-Array waren 2000 Oligonukleotidepaare (mit den allgemeinen Sequenzen NNNNNNNNCGNNNNNNNN und NNNNNNNNTGNNNNNNNN) immobilisiert, die mit einem oder mehreren PCR-Produkte hybridisieren, wenn in der entsprechenden Bisulfit behandelten DNA, z.B. im Sequenzkontext GGATTTAGCGGTAAGTAT, ein methyliertes Cytosin vorgelegen hat, oder hybridisieren, wenn in der entsprechenden Bisulfit behandelten DNA, z.B. im Sequenzkontext GGATTTAGTGGTAAGTAT, kein methy- liertes Cytosin vorgelegen hat.
Nach der Hybridisierung wurden die Fluoreszenssignale mit einem handelsüblichen Chipscanner (Genepix 4000, Axon Instruments) quantitativ analysiert. Ein Vergleich, der mit PCR-Produkten aus Kontroll- und Tumorgeweben hybridisierten Arrays, ermöglichte die Identifizierung von Oligo- nukleotiden, die mit PCR-Produkten hybridisierten, die in den beiden Geweben einen unterschiedlichen Methylie- rungstatus aufweisen.
Für die Anreicherung wurde der DNA-Array mit einer Lochmaske in 32 Felder eingeteilt, wodurch 32 individuelle Dehybridisierungen (siehe Beispiel 2) an 120 Oligonukleo- tiden durchgeführt werden könnten. Hierdurch wurden 32 DNA-Fragmentpools hergestellt. Da die Lage der Oligonukleotide, die einen Methylierungunterschied zwischen den Proben detektierten bekannt war, diente einer, der 32 DNA-Fragmentpools als Template für die zweite PCR. Diese PCR wurde mit den gleichen Primer wie die erste PCR durchgeführt. Die PCR-Fragmente aus der zweiten PCR wurden nun mit einem DNA-Array (Identifikationsarray) hybridisiert, der nur noch die 120 Oligonukleotide des entsprechenden De- hybridisierungspools trug. Nach Dehybridisierung dieses Identifikationsarray, das bei Bedarf wiederum mit Hilfe der Lochmaske positionsspezifisch durchgeführt werden kann, dienten die dehybridisierten Fragmente als Template für die dritte PCR . In Analogie zu Beispiel 2 wurden PCR, Hybridisierung und Dehybridisierung so oft wieder- holt, bis einzelne DNA-Fragmente bei der Agarosegelanalyse identifiziert werden konnten. Diese Fragmente konnten dann mit bekannten Verfahren (z.B. Klonierung und Sequenzierung) analysiert werden.

Claims

Patentansprüche
1. Verfahren zur parallelen selektiven Anreicherung vie- 1er einzelner spezifischer PCR-Fragmente aus komplexen Fragmentmischungen, dadurch gekennzeichnet, dass die folgenden Schritte ausgeführt werden: a) die DNA Abschnitte werden durch Amplifikationsver- fahren hergestellt, die komplexe Amplifikatmischungen erzeugen und dabei gleichzeitig markiert; b) die Amplifikate werden auf Oligomer-Arrays hybridisiert, die unterschiedliche Oligonukleotide tragen; c) die auf den Oligomer-Arrays hybridisierten PCR- Amplifikate werden von den Oligonukleotiden abgelöst und dienen als Templat für eine erneute PCR- Amplifikation und nachfolgende Hybridisierung entsprechend den Schritten a) und b) ; d) der Schritt c) wird mehrmals wiederholt; wobei die Komplexität des Arrays bei jeder Wiederholung des Schritts c) reduziert wird. e) die Amplifikate werden identifiziert.
2. Verfahren nach Anspruch 1, dass die Amplifikate in Schritt c) vom gesamten Array oder von ausgewählten Teilbereichen des Arrays abgelöst werden.
3. Verfahren nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, dass die PCR-Amplifikationsverfahren in Schritt a) entweder Multiplex-PCR-Reaktionen oder Random-PCR- Reaktionen sind.
4. Verfahren nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, dass in Schritt a) die zu amplifizierenden DNA- Abschnitte chemisch behandelt sind.
5. Verfahren nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, dass in Schritt a) die Nukleinsäureprobe mit einem Reagenz chemisch umgesetzt wird, wobei 5- Methylcytosin unverändert bleibt und Cytosin in Uracil oder eine andere im Basenverhalten dem Uracil ähnliche Base umgewandelt wird.
6. Verfahren nach Anspruch 5, dadurch gekennzeichnet, dass es sich bei dem Reagenz um ein Bisulfit (=Hydrogensulfit, Disulfit) handelt.
7. Verfahren nach einem der Ansprüche 4, 5 oder 6 dadurch gekennzeichnet, dass die chemische Behandlung nach Einbetten der DNA in Agarose erfolgt.
8. Verfahren nach einem der Ansprüche 4, 5 oder 6 dadurch gekennzeichnet, dass bei der chemischen Behandlung ein die DNA-Duplex denaturierendes Reagenz und/oder ein Radikalfänger zugegen ist.
9. Verfahren nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, dass in Schritt a) die zu amplifizierenden Abschnitte aus RNA bestehen und mit reverser Transkription in DNA umgewandelt werden.
10. Verfahren nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, dass es sich bei den Oligonukleotiden in Schritt b) und c) um DNA, PNA oder LNA-Oligomere handelt.
11. Verfahren nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, dass in Schritt a) und c) die Fragmente alternativ nach der PCR-Amplifikation oder nach der Reamplifikation markiert werden.
12. Verfahren nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, dass die PCR-Amplifikationen in Gegenwart einer thermostabilen Polymerase durchgeführt werden.
13. Verfahren nach einem der voranstehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass es sich bei den Markierungen der Primer-Oligonukleotide oder DNA- Nukleotidbausteine um Fluoreszenzfarbstoffe mit un- terschiedlichem Emissionsspektrum (z. B. Cy3, Cy5,
FAM, HEX, TET oder ROX) oder um Fluoreszenzfarbstoff- Kombinationen im Falle von Energietransfer- Fluoreszenzfarbstoff markierten Primer- Oligonukleotiden oder DNA-Nukleotidbausteinen han- delt.
14. Verfahren nach einem der voranstehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass die Markierungen Radionuklide sind.
15. Verfahren nach einem der voranstehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass die Markierungen ablösbare Massenmarkierungen sind, die in einem Mas- senspektrometer nachgewiesen werden.
16. Verfahren nach einem der voranstehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass zur Markierung Moleküle verwendet werden, die erst in einer weiteren chemischen Reaktion ein Signal erzeugen.
17. Verfahren nach einem der voranstehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass die Oligonukleotide auf einer Festphase in Form eines rechtwinkligen oder he- xagonalen Gitters angeordnet sind.
18. Verfahren nach einem der voranstehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass an den Amplifikaten angebrachte Markierungen an jeder Position der Festphase, an der sich eine Oligonukleotidsequenz befindet, identifizierbar sind.
19. Verfahren nach einem der voranstehenden Ansprüche, wobei die DNA-Abschnitte oder RNA-Proben, die mit reverser Transkription in DNA umgewandelt werden, aus einer genomischen Probe erhalten wurden, wobei Quellen für DNA oder RNA z. B. Zelllinien, Blut, Sputum, Stuhl, Urin, Gehirn-Rückenmarks-Flüssigkeit, in Paraffin einbettetes Gewebe, beispielsweise Gewebe von Augen, Darm, Niere, Hirn, Herz, Prostata, Lunge, Brust oder Leber, histologische Präparate und alle möglichen Kombinationen hiervon umfassen.
20. Verwendung eines Verfahrens nach einem der voranstehenden Ansprüche zur Identifizierung von Genen, die diagnostisch relevant sind für Erkrankungen aus einer der folgenden Kategorien: Krebserkrankungen; CNS- Fehlfunktionen, Schäden oder Krankheit; Aggressionssymptome oder Verhaltensstörungen; klinische, psychologische und soziale Konsequenzen von Gehirnschädi- gungen; psychotische Störungen und Persönlichkeitsstörungen; Demenz und/oder assoziierte Syndrome; kardiovaskuläre Krankheit, Fehlfunktion und Schädigung; Fehlfunktion, Schädigung oder Krankheit des gastroin- testinalen Traktes; Fehlfunktion, Schädigung oder
Krankheit des Atmungssystems; Verletzung, Entzündung, Infektion, Immunität und/oder Rekonvaleszenz; Fehlfunktion, Schädigung oder Krankheit des Körpers als Abweichung im Entwicklungsprozess; Fehlfunktion, Schädigung oder Krankheit der Haut, der Muskeln, des Bindegewebes oder der Knochen; endokrine und metabo- lische Fehlfunktion, Schädigung oder Krankheit; Kopfschmerzen oder sexuelle Fehlfunktion.
21. Verwendung eines Verfahrens nach einem der voranstehenden Ansprüche zur Unterscheidung von Zelltypen o- der Geweben oder zur Untersuchung der Zelldifferenzierung.
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